《植物学报》：表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展（复旦大学生命科学学院）

植物 -593,ww.chinbullbotany.com doi:10.11983CBB1714 ·特邀综述 表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展 杜康兮,沈文辉,董爱武 复旦大学,生命科学学院植物科学研究所,上海200438 攧要植物的生长发育容易受到外界环境变化的影响。非生物胁迫发生时,表观遗传机制对胁迫应答基因的表达调控发挥 了十分重要的作用。近年来,调控植物非生物胁迫应答的表观遗传机制研究取得了一系列重要进展,为进一步深入解析植 物响应非生物胁迫的分子机制奠定了基础。该文对DNA甲基化修饰、组蛋白修饰、染色质重塑和非编码RNA等主要表观遗 传调控方式在植物响应非生物胁迫中的作用进行了简要综述 关镳词表观遗传,非生物胁迫,植物,生长发育,研究进展 杜康兮,沈文辉,蓝爱武(2018).表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展.植物学报53,581-593 在自然状态下,植物的整个生长周期均处于固着( Torres and Dang,2005)。除转录因子的调控,通过 状态,不像动物能够主动自发地躲避不良环境,因此染色质结构变化调控基因转录也是植物响应胁迫的 必然会受到来自外界生物与非生物胁迫的影响。正是重要方式,是表观遗传机制调控植物应答外界胁迫的 由于植物处于这样一个极易受到环境胁迫的状态,其主要体现。 自身进化出一系列自我保护和适应与抵制不良环境 表观遗传最早被定义为有丝分裂以及减数分裂 的机制( Boyko and Kovalchuk,2008)。对植物生长发过程中无法用DNA序列的改变来解释基因功能的可 育的胁迫包括内部或外部因素。内部胁迫主要为植物继承性改变( Russo et al.,1996)。日前,人们一致认 自身基因的突变或异常细胞对机体代谢产生的不利为表观遗传是研究没有DNA序列变化的、可遗传的基 影响;外部胁迫则可分为生物与非生物胁迫。生物胁因表达改变 Nu and morris,2001)。表观遗传调控机 迫包括病原感染、食草动物和种内竞争等;非生物胁制主要包括DNA甲基化、组蛋白修饰、染色质重塑以 迫由不利的环境条件引起(如不适宜的温度、水分和及非编码RNA等。越来越多的研究表明,上述表观遗 营养物质的利用以及光照条件等),这两种外部胁迫传机制在植物应答环境胁迫中发挥了非常重要的作 可以是永久性的也可以是临时状态( Madlung and用。本文简要阐述近年来表观遗传机制调节植物响应 omai,2004) 非生物胁迫的一系列研究成果。 为了能够在胁迫条件下生存,植物进化出复杂的 机制来感知外部信号,从而对环境变化做出最佳反应1DNA甲基化 (图1)。植物激素(如水杨酸(SA)、茉莉酸(JA)、乙烯 (ET)和脱落酸(ABA等内源性分子)在调节植物对生11植物体内的DNA甲基化修饰 物以及非生物胁迫的抵御过程中扮演着重要角色DNA甲基化是指以DNA为受体,在DNA甲基转移酶的 ( Bostock,2005; Lorenzo and solano,2005; Mauch-作用下,将供体S-腺苷甲硫氨酸上的1个甲基转移至胞 Mani and mauch,2005)。这些激素信号可通过MAP嘧啶的第5位碳原子上,从而形成5-甲基胞嘧啶(m5C) 激酶级联反应调控转录因子(如MYC、MYB、NAC、的过程( Sahu et a,2013)。1925年,m5C首次在结核 zF和HSF等)参与胁迫相关基因的表达调控( Fujita et分枝杆菌的结核菌素的水解产物中被发现( Johnson al.,2006)。同时,有研究者认为活性氧(ROS)的产生 and Coghill,1925)。随后,在植物中发现了较高水平的 是植物抵御生物胁迫与非生物胁迫共有的关键过程m5C甲基化修饰( Vanyushin and Belozersk,1959)。 收稿日期:2017-08-04,接受日期:2017-10-25 通讯作者。Ema:wudong@fudan.edu.cn ⊙植物学报 Chinese Bulletin of Botany

植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2018, 53 (5): 581–593, www.chinbullbotany.com doi: 10.11983/CBB17143 —————————————————— 收稿日期: 2017-08-04; 接受日期: 2017-10-25 * 通讯作者。E-mail: aiwudong@fudan.edu.cn 表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展 杜康兮, 沈文辉, 董爱武* 复旦大学, 生命科学学院植物科学研究所, 上海 200438 摘要 植物的生长发育容易受到外界环境变化的影响。非生物胁迫发生时, 表观遗传机制对胁迫应答基因的表达调控发挥 了十分重要的作用。近年来, 调控植物非生物胁迫应答的表观遗传机制研究取得了一系列重要进展, 为进一步深入解析植 物响应非生物胁迫的分子机制奠定了基础。该文对DNA甲基化修饰、组蛋白修饰、染色质重塑和非编码RNA等主要表观遗 传调控方式在植物响应非生物胁迫中的作用进行了简要综述。 关键词 表观遗传, 非生物胁迫, 植物, 生长发育, 研究进展 杜康兮, 沈文辉, 董爱武 (2018). 表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展. 植物学报 53, 581–593. 在自然状态下, 植物的整个生长周期均处于固着 状态, 不像动物能够主动自发地躲避不良环境, 因此 必然会受到来自外界生物与非生物胁迫的影响。正是 由于植物处于这样一个极易受到环境胁迫的状态, 其 自身进化出一系列自我保护和适应与抵制不良环境 的机制(Boyko and Kovalchuk, 2008)。对植物生长发 育的胁迫包括内部或外部因素。内部胁迫主要为植物 自身基因的突变或异常细胞对机体代谢产生的不利 影响; 外部胁迫则可分为生物与非生物胁迫。生物胁 迫包括病原感染、食草动物和种内竞争等; 非生物胁 迫由不利的环境条件引起(如不适宜的温度、水分和 营养物质的利用以及光照条件等), 这两种外部胁迫 可以是永久性的也可以是临时状态(Madlung and Comai, 2004)。 为了能够在胁迫条件下生存, 植物进化出复杂的 机制来感知外部信号, 从而对环境变化做出最佳反应 (图1)。植物激素(如水杨酸(SA)、茉莉酸(JA)、乙烯 (ET)和脱落酸(ABA)等内源性分子)在调节植物对生 物以及非生物胁迫的抵御过程中扮演着重要角色 (Bostock, 2005; Lorenzo and Solano, 2005; Mauch￾Mani and Mauch, 2005)。这些激素信号可通过MAP 激酶级联反应调控转录因子(如MYC、MYB、NAC、 ZF和HSF等)参与胁迫相关基因的表达调控(Fujita et al., 2006)。同时, 有研究者认为活性氧(ROS)的产生 是植物抵御生物胁迫与非生物胁迫共有的关键过程 (Torres and Dangl, 2005)。除转录因子的调控, 通过 染色质结构变化调控基因转录也是植物响应胁迫的 重要方式, 是表观遗传机制调控植物应答外界胁迫的 主要体现。 表观遗传最早被定义为有丝分裂以及减数分裂 过程中无法用DNA序列的改变来解释基因功能的可 继承性改变(Russo et al., 1996)。目前, 人们一致认 为表观遗传是研究没有DNA序列变化的、可遗传的基 因表达改变(Wu and Morris, 2001)。表观遗传调控机 制主要包括DNA甲基化、组蛋白修饰、染色质重塑以 及非编码RNA等。越来越多的研究表明, 上述表观遗 传机制在植物应答环境胁迫中发挥了非常重要的作 用。本文简要阐述近年来表观遗传机制调节植物响应 非生物胁迫的一系列研究成果。 1 DNA甲基化 1.1 植物体内的DNA甲基化修饰 DNA甲基化是指以DNA为受体, 在DNA甲基转移酶的 作用下, 将供体S-腺苷甲硫氨酸上的1个甲基转移至胞 嘧啶的第5位碳原子上, 从而形成5-甲基胞嘧啶(m5C) 的过程(Sahu et al., 2013)。1925年, m5C首次在结核 分枝杆菌的结核菌素的水解产物中被发现(Johnson and Coghill, 1925)。随后, 在植物中发现了较高水平的 m5C甲基化修饰(Vanyushin and Belozerskii, 1959)。 ·特邀综述· © 植物学报 Chinese Bulletin of Botany

582植物学报53(5)2018 容易被复制,所以该位点的甲基化通常是通过维持机 制实现。相比之下,非对称的 CpHpH位点的甲基化则 需要在每一次的DNA复制后重新建立( Karlsson et 初级胁迫信号 al,2011)。研究发现,3种位点的甲基化由3种特定的 甲基化酶催化,分别为MET1( DNA methyltransfer ase1)、CMT3( Chromomethylase3)和DRM(Do mains rearranged methylase)。MET1是哺乳动物 次级迫信号 Dnmt的同源基因,主要负责CpG位点的甲基化,在 代谢物 拟南芥met1突变体中,DNA全局性的甲基化程度明 显下降,导致拟南芥表现出晚花表型( Kankel et al!. 2003);CMT3是植物特有的甲基化酶,负责着丝粒附 近的重复序列以及转座子的 CpHpG位点甲基化 Lindroth et al,2001)。DRM特异性介导植物DNA上 CHG与CHH位点的甲基化修饰。研究发现,DRM2负 责的对称与非对称位点甲基化修饰主要通过RNA介 导的DNA甲基化修饰实现,即RdDM( RNA-directed 表观遗传修饰 DNA methylation)途径完成。植物基因组全局性DNA 甲基化水平需要通过DNA甲基化和去甲基化的动态 胁迫应答基因调控 平衡进行调节,然而DNA去甲基化的机制一直备受 可遗传 争议。人们普遍认为DNA去甲基化既存在主动去甲基 长期或短期的胁迫耐受力 化过程又存在被动去甲基化过程。被动去甲基化的发 生主要是由于DNA复制后从头甲基化的过程被抑制 或者亲本甲基化印迹不能够被维持( Kankel et al 图1植物响应非生物胁迫的表观遗传调控途径 2003)。而主动去甲基化的过程主要由一些DNA糖基 Figure1 Epigenetic regulation in abiotic stress tolerance in化酶和AP裂解酶调控,如DME( DEMETER)、DML2 DEMETER LIKE2)、DML3以及ROS1( REPRES SOR OF SILENCING 1)=(Gong et al., 2002; Kino- DNA胞嘧啶甲基化修饰主要包括不对称( mCpHpH) shita et al.,2004)。 甲基化和对称mCpG和 mCpHpG)甲基化。例如,在 拟南芥( Arabidopsis thaliana)中,CG、CHG与CHH的 1.2DNA甲基化调控植物响应非生物胁迫 甲基化水平分别为24%、67%和17%;并且在同一DNA甲基化修饰在调节植物响应外界环境胁迫中发 植物的不同组织或同一组织的不同发育阶段,其基因挥了非常重要的作用。最近几年的研究表明,全基因 组DNA的甲基化位点和水平也不一样( Dhar et al,组DNA甲基化修饰的改变与植物响应非生物胁迫密 2014) 切相关( Boyko et al,2010; Karan et al.,2012;Wang 植物基因组DNA甲基化的方式主要有2种,一种etal,2014)。许多与DNA甲基化修饰相关的基因参 是从头甲基化,在DNA复制后的新生链中,DNA甲基与了植物的非生物胁迫应答过程(表1)。在植物响应高 化酶在没有甲基化修饰的位点上重新催化DNA甲基盐、干旱、温度和重金属等非生物胁迫过程中,植物 化。第2种是维持甲基化,即在半甲基化的新生DNA的特定基因或整个基因组水平的DNA甲基化修饰都 双链中,新合成的DNA链以旧模板链为范本,完成另会发生改变,从而提高植物对不良环境的适应性,确 一条新合成的DNA单链的甲基化。由于其对称特性,保植物在逆境条件下的生长发育。通常情况下,非生 在DNA复制之后,CpG和 CpHpG位点的甲基化比较物胁迫诱导的DNA甲基化修饰的改变发生在整个基 ⊙植物学报 Chinese Bulletin of Botany

582 植物学报 53(5) 2018 图1 植物响应非生物胁迫的表观遗传调控途径 Figure 1 Epigenetic regulation in abiotic stress tolerance in plant DNA胞嘧啶甲基化修饰主要包括不对称(mCpHpH) 甲基化和对称(mCpG和mCpHpG)甲基化。例如, 在 拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, CG、CHG与CHH的 甲基化水平分别为24%、6.7%和1.7%; 并且在同一 植物的不同组织或同一组织的不同发育阶段, 其基因 组DNA的甲基化位点和水平也不一样(Dhar et al., 2014)。 植物基因组DNA甲基化的方式主要有2种, 一种 是从头甲基化, 在DNA复制后的新生链中, DNA甲基 化酶在没有甲基化修饰的位点上重新催化DNA甲基 化。第2种是维持甲基化, 即在半甲基化的新生DNA 双链中, 新合成的DNA链以旧模板链为范本, 完成另 一条新合成的DNA单链的甲基化。由于其对称特性, 在DNA复制之后, CpG和CpHpG位点的甲基化比较 容易被复制, 所以该位点的甲基化通常是通过维持机 制实现。相比之下, 非对称的CpHpH位点的甲基化则 需要在每一次的DNA复制后重新建立(Karlsson et al., 2011)。研究发现, 3种位点的甲基化由3种特定的 甲基化酶催化, 分别为MET1 (DNA methyltransfer￾ase 1)、CMT3 (Chromomethylase 3)和DRM (Do￾mains rearranged methylase)。MET1是哺乳动物 Dnmt1的同源基因, 主要负责CpG位点的甲基化, 在 拟南芥met1突变体中, DNA全局性的甲基化程度明 显下降, 导致拟南芥表现出晚花表型(Kankel et al., 2003); CMT3是植物特有的甲基化酶, 负责着丝粒附 近的重复序列以及转座子的CpHpG位点甲基化 (Lindroth et al., 2001)。DRM特异性介导植物DNA上 CHG与CHH位点的甲基化修饰。研究发现, DRM2负 责的对称与非对称位点甲基化修饰主要通过RNA介 导的DNA甲基化修饰实现, 即RdDM (RNA-directed DNA methylation)途径完成。植物基因组全局性DNA 甲基化水平需要通过DNA甲基化和去甲基化的动态 平衡进行调节, 然而DNA去甲基化的机制一直备受 争议。人们普遍认为DNA去甲基化既存在主动去甲基 化过程又存在被动去甲基化过程。被动去甲基化的发 生主要是由于DNA复制后从头甲基化的过程被抑制, 或者亲本甲基化印迹不能够被维持(Kankel et al., 2003)。而主动去甲基化的过程主要由一些DNA糖基 化酶和AP裂解酶调控, 如DME (DEMETER)、DML2 (DEMETER LIKE 2)、DML3以及ROS1 (REPRES￾SOR OF SILENCING 1)等(Gong et al., 2002; Kino￾shita et al., 2004)。 1.2 DNA甲基化调控植物响应非生物胁迫 DNA甲基化修饰在调节植物响应外界环境胁迫中发 挥了非常重要的作用。最近几年的研究表明, 全基因 组DNA甲基化修饰的改变与植物响应非生物胁迫密 切相关(Boyko et al., 2010; Karan et al., 2012; Wang et al., 2014)。许多与DNA甲基化修饰相关的基因参 与了植物的非生物胁迫应答过程(表1)。在植物响应高 盐、干旱、温度和重金属等非生物胁迫过程中, 植物 的特定基因或整个基因组水平的DNA甲基化修饰都 会发生改变, 从而提高植物对不良环境的适应性, 确 保植物在逆境条件下的生长发育。通常情况下, 非生 物胁迫诱导的DNA甲基化修饰的改变发生在整个基 © 植物学报 Chinese Bulletin of Botany

t康兮等:表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展583 表1植物中受DNA甲基化修饰调节的非生物胁迫应答相关基因 Table 1 Abiotic stress responsive genes regulated by DNA-methylation in plants Asr1. Asr2 番茄( Solanum lycopersicum) 干早胁迫 Gonzalez et al., 2011: 2013 烟草( Nicotiana tabaccum cv. Xanthi nc) 低温胁迫 Choi and sano. 2007 OsMYB91 水稻( Oryza sativa) 盐胁迫 Zhu et al.. 2015 G/yma11g02400 大豆(G/ ycine max) 盐胁迫 Song et aL., 2012 SPCH. FAMA 拟南芥 Arabidopsis thaliana) 湿度胁迫 Tricker et al. 2012 ZmMI1, AC/DS 低温胁迫 金鱼草( Antirrhinum majus) 低温胁迫 Hashida et al. 2006 NRPD2 以南芥(A. thaliana) 高温胁迫 Popova et al., 2013 因组水平。例如,Wang等(2011)以水稻( Oryza sativa)致过表达 AtROS1的转基因烟草( Nicotiana tabacun) DK151和R64为研究材料,发现由干旱胁迫诱导的表现出对盐胁迫的耐受性。Lu等(2017)利用MeDP DNA甲基化位点的改变占全基因组DNA甲基化位点测序技术对棉花( Gossypium hirsutum)在盐胁迫下全 的12%左右,这些甲基化的变化有29%在胁迫解除时基因组的DNA甲基化水平进行了研究,为理解棉花 仍然被保留;并且干旱诱导的DNA甲基化还表现出盐胁迫反应的表观遗传修饰变化提供了有价值的信 组织及发育时期的特异性。 Ferreira等(2015)在研究息。同样,也有研究发现,苜蓿( Medicago spp.)在盐 盐胁迫下DNA甲基化水平的变化时,发现盐胁迫耐胁迫下,全基因组水平的DNA甲基化程度增加,特别 受型水稻材料Poka和敏感型水稻材料R29基因组是在高盐胁迫下尤为明显(AN- awati et al.,2016)。目 全局性的DNA甲基化水平在盐胁迫下发生了明显改前,有关DNA甲基化修饰水平影响植物响应非生物 变,并且这种DNA甲基化水平的改变具有基因型及胁迫的具体机制还有待深入研究 组织特异性。此外,非生物胁迫下,DNA甲基化水平 的改变往往还会伴随其它调节机制。例如, Karan等 组蛋白修饰 (2012)在研究水稻响应盐胁迫时,发现逆转录转座21植物体内的组蛋白修饰 子、非生物胁迫应答基因以及染色质修饰因子在盐胁组蛋白修饰是表观遗传调控硏究领域的热点。核小体 迫下都具有不同的表达模式,同时鉴定了不同水稻品是染色质的基本组成单位,由约146bp的DNA缠绕 种盐胁迫诱导的DNA甲基化模式。而对于水稻而言,各两分子的核心组蛋白H2A、H2B、H3和H4形成的 在水稻根细胞内相关基因的去甲基化修饰对其响应八聚体构成( Luger et al,1997)。伸出核小体外的核 盐胁迫也具有重要作用( Wang et al,2011)。zhu等心组蛋白的N端可被共价修饰,这些修饰主要包括乙 (2015)在研究水稻R2R3类型的MYB转录因子酰化、甲基化、磷酸化、泛素化、生物素化、ADP核 OSMYB91时,发现 OSMYB91的表达受非生物胁迫糖基化以及类泛素化等( Strahl and Allis,2000)。核心 诱导,特别是盐胁迫。进一步研究发现,该基因启动组蛋白N端赖氨酸可被组蛋白乙酰化酶HATs(his 子区域的DNA甲基化水平改变是导致该基因在胁迫 tone acetyltransferase)和组蛋白去乙酰化酶 HDACS 下表达发生变化的主要原因。除了拟南芥和水稻等常( histone deacetylation transferase)进行乙酰化和去 见模式植物,人们也对其它植物响应胁迫时的DNA乙酰化修饰。在拟南芥中,HATs分为4个不同的家族, 甲基化修饰进行了研究。例如,Bhar等(2015)在研究研究表明HATs在植物发育( Bertrand et al,2003 盐胁迫下,类黄酮生物合成和抗氧化途径的酶基因是 Long et al,2006)和胁迫应答( Pavangadkar et al, 否受到表观遗传调控时,发现这些基因启动子区域甲2010)中具有重要作用。真核生物的 HDACS包含RP 基化状态改变使得相关基因的表达水平升高,从而导D3( Reduced Potassium Deficiency3)、S|R2( Silent ⊙植物学报 Chinese Bulletin of Botany

杜康兮等: 表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展 583 表1 植物中受DNA甲基化修饰调节的非生物胁迫应答相关基因 Table 1 Abiotic stress responsive genes regulated by DNA-methylation in plants 基因 物种 胁迫类型 参考文献 Asr1, Asr2 番茄(Solanum lycopersicum) 干旱胁迫 González et al., 2011; 2013 NtGPDL 烟草(Nicotiana tabaccum cv. ‘Xanthi nc’) 低温胁迫 Choi and Sano, 2007 OsMYB91 水稻(Oryza sativa) 盐胁迫 Zhu et al., 2015 Glyma11g02400 Glyma16g27950 Glyma20g30840 大豆(Glycine max) 盐胁迫 Song et al., 2012 SPCH, FAMA 拟南芥(Arabidopsis thaliana) 湿度胁迫 Tricker et al., 2012 ZmMI1, Ac/Ds 玉米(Zea mays) 低温胁迫 Steward et al., 2002 Tam3 金鱼草(Antirrhinum majus) 低温胁迫 Hashida et al., 2006 NRPD2 拟南芥(A. thaliana) 高温胁迫 Popova et al., 2013 因组水平。例如, Wang等(2011)以水稻(Oryza sativa) DK151和IR64为研究材料, 发现由干旱胁迫诱导的 DNA甲基化位点的改变占全基因组DNA甲基化位点 的12%左右, 这些甲基化的变化有29%在胁迫解除时 仍然被保留; 并且干旱诱导的DNA甲基化还表现出 组织及发育时期的特异性。Ferreira等(2015)在研究 盐胁迫下DNA甲基化水平的变化时, 发现盐胁迫耐 受型水稻材料Pokkali和敏感型水稻材料IR29基因组 全局性的DNA甲基化水平在盐胁迫下发生了明显改 变, 并且这种DNA甲基化水平的改变具有基因型及 组织特异性。此外, 非生物胁迫下, DNA甲基化水平 的改变往往还会伴随其它调节机制。例如, Karan等 (2012)在研究水稻响应盐胁迫时, 发现逆转录转座 子、非生物胁迫应答基因以及染色质修饰因子在盐胁 迫下都具有不同的表达模式, 同时鉴定了不同水稻品 种盐胁迫诱导的DNA甲基化模式。而对于水稻而言, 在水稻根细胞内相关基因的去甲基化修饰对其响应 盐胁迫也具有重要作用(Wang et al., 2011)。Zhu等 (2015) 在研究水稻 R2R3 类型的 MYB 转录因子 OsMYB91时, 发现OsMYB91的表达受非生物胁迫 诱导, 特别是盐胁迫。进一步研究发现, 该基因启动 子区域的DNA甲基化水平改变是导致该基因在胁迫 下表达发生变化的主要原因。除了拟南芥和水稻等常 见模式植物, 人们也对其它植物响应胁迫时的DNA 甲基化修饰进行了研究。例如, Bharti等(2015)在研究 盐胁迫下, 类黄酮生物合成和抗氧化途径的酶基因是 否受到表观遗传调控时, 发现这些基因启动子区域甲 基化状态改变使得相关基因的表达水平升高, 从而导 致过表达AtROS1的转基因烟草(Nicotiana tabacum) 表现出对盐胁迫的耐受性。Lu等(2017)利用Me-DIP 测序技术对棉花(Gossypium hirsutum)在盐胁迫下全 基因组的DNA甲基化水平进行了研究, 为理解棉花 盐胁迫反应的表观遗传修饰变化提供了有价值的信 息。同样, 也有研究发现, 苜蓿(Medicago spp.)在盐 胁迫下, 全基因组水平的DNA甲基化程度增加, 特别 是在高盐胁迫下尤为明显(Al-Lawati et al., 2016)。目 前, 有关DNA甲基化修饰水平影响植物响应非生物 胁迫的具体机制还有待深入研究。 2 组蛋白修饰 2.1 植物体内的组蛋白修饰 组蛋白修饰是表观遗传调控研究领域的热点。核小体 是染色质的基本组成单位, 由约146 bp的DNA缠绕 各两分子的核心组蛋白H2A、H2B、H3和H4形成的 八聚体构成(Luger et al., 1997)。伸出核小体外的核 心组蛋白的N端可被共价修饰, 这些修饰主要包括乙 酰化、甲基化、磷酸化、泛素化、生物素化、ADP核 糖基化以及类泛素化等(Strahl and Allis, 2000)。核心 组蛋白N端赖氨酸可被组蛋白乙酰化酶HATs (his￾tone acetyltransferase)和组蛋白去乙酰化酶HDACs (histone deacetylation transferase)进行乙酰化和去 乙酰化修饰。在拟南芥中, HATs分为4个不同的家族, 研究表明HATs在植物发育(Bertrand et al., 2003; Long et al., 2006)和胁迫应答(Pavangadkar et al., 2010)中具有重要作用。真核生物的HDACs包含RP￾D3 (Reduced Potassium Deficiency 3)、SIR2 (Silent © 植物学报 Chinese Bulletin of Botany

584植物学报53(5)2018 Information Regulator2)和HD2( TypellHDAC)3个生物胁迫的重要表观调控途径之一。近年来,有许多 主要蛋白家族,其中HD2是植物特有的 HDACS(Pan-关于组蛋白甲基化、乙酰化和磷酸化等修饰参与植物 dey et al,2002)。在拟南芥中含有10个RPD3HDA1非生物胁迫应答过程的报道(表2)。在模式植物拟南芥 去乙酰化酶家族蛋白 Alinsug et al,209),其中中,SKB1可以改变胁迫相关基因的H4R3sme2水平 HDA6能影响转基因的表达( Murfett et al,2001)、其缺失突变会导致拟南芥产生对盐胁迫超敏感的表 DNA甲基化( Aufsatz et al,2002)以及rRNA基因的调型( Zhang et al,2011b)。类似地,拟南芥组蛋白乙酰 控( Probst et al.,2004)。同时研究发现,HDA19能与转移酶GCN5通过影响HSFA3( Heat Stress Tran WRKY转录因子结合,从而调控植物的基本防御反应sci? tion Factors3和UWH6( UV-HYPERSENS ( Kim et al,2008)。另外,HDA6和HDA19在拟南芥种TvE6基因启动子区域的H3K9和H3K14的乙酰化 子萌发、盐胁迫以及ABA诱导的基因表达方面都发挥水平来调节应答基因的转录。因此,缺失GCN5的拟 十分重要的作用( Chen et al,2010) 南芥突变体表现出对热胁迫的耐受性( Hu et al 组蛋白的甲基化和去甲基化通常发生在精氨酸2015)。在水稻中,组蛋白乙酰转移酶基因 OSHATs 和赖氨酸残基上,赖氨酸残基的甲基化主要由含有的转录水平和组蛋白H3和H4赖氨酸残基乙酰化水平 SET结构域的赖氨酸甲基转移酶 HKMTS催化形成的变化都参与了水稻的干旱胁迫调控( Fang et al ( Pontvianne et al,2010)。SET结构域蛋白可分为2014)。Luo等(2012)在研究植物特异的组蛋白去乙酰 TrxG( Trithorax Group)、E(Z)( Enhancer of zeste)、化酶HD2时,发现ABA和NaC能抑制HD2A、HD2B SU (VAR)以及ASH1( Absent,Sma, or Homeotic dis-HD2C以及HD2D等基因的表达水平,HD2的T-DNA cs)4个家族,分别负责组蛋白H3K4、H3K9、H3K27插入突变体表现出对ABA和NaC的敏感性,同时降 和H3K36的甲基化修饰。在拟南芥中,TrxG家族蛋白低了对盐胁迫的耐受性。此外,在组蛋白去乙酰化方 SDG25( Berr et al,2009)、E□乙)家族蛋白cLF面, Zheng等(2016)发现拟南芥组蛋白去乙酰化酶 ( Chanvivattana et al,2004)以及ASH1家族蛋白HDA9在调节拟南芥响应盐胁迫和干旱胁迫时发挥重 SDG8和SDG26( Xu et al,2008)都参与开花时间的要作用。由此可见,组蛋白的多种修饰类型都参与了 调控。组蛋白去甲基化酶HDMs包括KDM1SD1家非生物胁迫的调节过程 族和JmjC结构域蛋白家族两类( Liu et al.2010)。这 通常情况下,植物在响应非生物胁迫时,体内的 两类蛋白质都可通过氧化反应直接去除组蛋白上的组蛋白修饰往往会与一些植物内源激素联系在一起。 甲基化修饰。KDM1LSD1以黄素为辅助因子,只能例如,Ding等(2011)发现在干旱胁迫下,组蛋白甲基 对 甲基化修饰进行去甲基,并不能对三甲基化转移酶ATX1能够增强ABA合成途径的关键基因 去甲基;Jmjc结构域蛋白需要二价铁和α酮戊二酸作NCED3启动子区域的H3K4me3修饰,从而促进该基 辅助因子,可以对 三甲基化修饰去甲基。截因的表达。后续研究发现,在干旱胁迫下,拟南芥ax1 至目前,拟南芥中报道了4个 KDM1/LSD1家族以及突变体NCED3基因上的RNA聚合酶和H3K4me3的 21个JMJ家族组蛋白去甲基化酶,它们主要参与拟南富集程度明显下降,并且与ABA相关的某些基因(如 芥的开花调控(⑤ aze et al.,2008; Liu et al,2010)。RD29A和RD29B)的转录水平也明显下降。类似研究 组蛋白的乙酰化、磷酸化和泛素化修饰一般与基因转发现,MS|1HDA19复合物也参与了ABA介导的拟南 录激活有关,SUMO化和生物素化与转录抑制相关。芥应答盐胁迫过程( Mehdi et al,2016)。另外,组蛋 已有的研究显示,与胁迫相关的基因激活主要由白修饰对胁迫的调控不仅局限于单一的某一类修饰, H3K4、H3K36甲基化以及H3K9乙酰化调控,而而是多种修饰协同作用。例如,Wang等(2015)发现玉 H3K9、H3K27甲基化和H3去乙酰化主要参与相关基米( Zea mays)叶片在热胁迫下,组蛋白修饰与叶片 因的沉默过程( Qiao and Fan,2011) 细胞的程序性死亡过程有密切联系。玉米叶片在响应 热胁迫的过程中,体内H3K9ac和H4K5ac水平显著 22组蛋白修饰与植物响应非生物胁迫 升高,H3K9me2水平下降,H3K4me2水平保持不变。 除DNA甲基化修饰外,组蛋白修饰也是植物响应非Kim等(2012)研究发现,拟南芥在干旱胁迫下,组蛋 ⊙植物学报 Chinese Bulletin of Botany

584 植物学报 53(5) 2018 Information Regulator 2)和HD2 (TypeIIHDAC) 3个 主要蛋白家族, 其中HD2是植物特有的HDACs (Pan￾dey et al., 2002)。在拟南芥中含有10个RPD3/HDA1 去乙酰化酶家族蛋白(Alinsug et al., 2009), 其中 HDA6能影响转基因的表达(Murfett et al., 2001)、 DNA甲基化(Aufsatz et al., 2002)以及rRNA基因的调 控(Probst et al., 2004)。同时研究发现, HDA19能与 WRKY转录因子结合, 从而调控植物的基本防御反应 (Kim et al., 2008)。另外, HDA6和HDA19在拟南芥种 子萌发、盐胁迫以及ABA诱导的基因表达方面都发挥 十分重要的作用(Chen et al., 2010)。 组蛋白的甲基化和去甲基化通常发生在精氨酸 和赖氨酸残基上, 赖氨酸残基的甲基化主要由含有 SET结构域的赖氨酸甲基转移酶HKMTs催化形成 (Pontvianne et al., 2010)。SET结构域蛋白可分为 TrxG (Trithorax Group)、E(Z) (Enhancer of Zeste)、 SU (VAR)以及ASH1 (Absent, Small, or Homeotic dis￾cs) 4个家族, 分别负责组蛋白H3K4、H3K9、H3K27 和H3K36的甲基化修饰。在拟南芥中, TrxG家族蛋白 SDG25 (Berr et al., 2009)、 E(Z)家族蛋白 CLF (Chanvivattana et al., 2004)以及ASH1家族蛋白 SDG8和SDG26 (Xu et al., 2008)都参与开花时间的 调控。组蛋白去甲基化酶HDMs包括KDM1/LSD1家 族和JmjC结构域蛋白家族两类(Liu et al., 2010)。这 两类蛋白质都可通过氧化反应直接去除组蛋白上的 甲基化修饰。KDM1/LSD1以黄素为辅助因子, 只能 对一、二甲基化修饰进行去甲基, 并不能对三甲基化 去甲基; JmjC结构域蛋白需要二价铁和α酮戊二酸作 辅助因子, 可以对一、二、三甲基化修饰去甲基。截 至目前, 拟南芥中报道了4个KDM1/LSD1家族以及 21个JMJ家族组蛋白去甲基化酶, 它们主要参与拟南 芥的开花调控(Saze et al., 2008; Liu et al., 2010)。 组蛋白的乙酰化、磷酸化和泛素化修饰一般与基因转 录激活有关, SUMO化和生物素化与转录抑制相关。 已有的研究显示, 与胁迫相关的基因激活主要由 H3K4、H3K36甲基化以及H3K9乙酰化调控, 而 H3K9、H3K27甲基化和H3去乙酰化主要参与相关基 因的沉默过程(Qiao and Fan, 2011)。 2.2 组蛋白修饰与植物响应非生物胁迫 除DNA甲基化修饰外, 组蛋白修饰也是植物响应非 生物胁迫的重要表观调控途径之一。近年来, 有许多 关于组蛋白甲基化、乙酰化和磷酸化等修饰参与植物 非生物胁迫应答过程的报道(表2)。在模式植物拟南芥 中, SKB1可以改变胁迫相关基因的H4R3sme2水平, 其缺失突变会导致拟南芥产生对盐胁迫超敏感的表 型(Zhang et al., 2011b)。类似地, 拟南芥组蛋白乙酰 转移酶GCN5通过影响HSFA3 (Heat Stress Tran￾scription Factors 3) 和 UVH6 (UV-HYPERSENSI￾TIVE 6)基因启动子区域的H3K9和H3K14的乙酰化 水平来调节应答基因的转录。因此, 缺失GCN5的拟 南芥突变体表现出对热胁迫的耐受性(Hu et al., 2015)。在水稻中, 组蛋白乙酰转移酶基因OsHATs 的转录水平和组蛋白H3和H4赖氨酸残基乙酰化水平 的变化都参与了水稻的干旱胁迫调控(Fang et al., 2014)。Luo等(2012)在研究植物特异的组蛋白去乙酰 化酶HD2时, 发现ABA和NaCl能抑制HD2A、HD2B、 HD2C以及HD2D等基因的表达水平, HD2的T-DNA 插入突变体表现出对ABA和NaCl的敏感性, 同时降 低了对盐胁迫的耐受性。此外, 在组蛋白去乙酰化方 面, Zheng等(2016)发现拟南芥组蛋白去乙酰化酶 HDA9在调节拟南芥响应盐胁迫和干旱胁迫时发挥重 要作用。由此可见, 组蛋白的多种修饰类型都参与了 非生物胁迫的调节过程。 通常情况下, 植物在响应非生物胁迫时, 体内的 组蛋白修饰往往会与一些植物内源激素联系在一起。 例如, Ding等(2011)发现在干旱胁迫下, 组蛋白甲基 转移酶ATX1能够增强ABA合成途径的关键基因 NCED3启动子区域的H3K4me3修饰, 从而促进该基 因的表达。后续研究发现, 在干旱胁迫下, 拟南芥atx1 突变体NCED3基因上的RNA聚合酶II和H3K4me3的 富集程度明显下降, 并且与ABA相关的某些基因(如 RD29A和RD29B)的转录水平也明显下降。类似研究 发现, MSI1-HDA19复合物也参与了ABA介导的拟南 芥应答盐胁迫过程(Mehdi et al., 2016)。另外, 组蛋 白修饰对胁迫的调控不仅局限于单一的某一类修饰, 而是多种修饰协同作用。例如, Wang等(2015)发现玉 米(Zea mays)叶片在热胁迫下, 组蛋白修饰与叶片 细胞的程序性死亡过程有密切联系。玉米叶片在响应 热胁迫的过程中, 体内H3K9ac和H4K5ac水平显著 升高, H3K9me2水平下降, H3K4me2水平保持不变。 Kim等(2012)研究发现, 拟南芥在干旱胁迫下, 组蛋 © 植物学报 Chinese Bulletin of Botany

t康兮等:表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展585 表2植物中参与非生物胁迫应答的组蛋白修饰相关基因 Table 2 Histone modification related genes involved in abiotic stresses in plants HDACS 拟南芥(Ara 盐胁迫 Luo et al. 2012 拟南芥(A 盐胁迫 Zhang et al., 2011b MS/1. HDA19 拟南芥(A 盐胁迫 Mehdi et al. 20 拟南芥(A. thaliana) 盐胁迫,干旱胁迫 Zheng et al.,2016 水稻( Oryza sativa) Zhao et al.. 2016 拟南芥(A. thaliana) 热胁迫 Hu et al. 2015 HDT701 水稻(O. sativa) 盐胁迫 Zhao et al. 2014 拟南芥(A. thaliana) 干旱胁迫 Chen et al.. 2006 ADH1 PDC 水稻(O. sativa) 淹水胁迫 Tsuji et aL., 2006 OSHAG702, OSHAG704水稻(O. sativa) 干早胁迫 Liu et al. 2012 OsHAC701. OsHAC704 sHAG703, OsHAM701水稻(O. sativa) 干旱胁迫 Liu et al., 2012; Fang et aL., 2014 sHAC703. OsHAF701 AtATX1 拟南芥(A. thaliana) 干旱胁迫 Ding et al., 2011 OsDREB1bc 水稻(O. sativa) 盐胁迫,低温胁迫 Roy et al., 2014 HvTX1. HvPKDM7 大麦( Hordeum vulgare) apaefthimiou and Tsaftaris, 2012 MYST ELP3 GCN5 大麦(H. vulgare) 干旱胁迫 Papaefthimiou et al., 201 拟南芥(A. thaliana) 干旱胁迫 Ridha and w AtMS/1. AtCHR12 拟南芥(A. thaliana) 干旱胁迫,高温胁迫 Alexandre et al. AtBRM 拟南芥(A. thaliana) 干旱胁迫 Berr et al. 2012 白的H3K4me3和H3K9ac修饰在干旱诱导的一些基生物胁迫过程中的关键分子还有待挖掘。 因(如RD20和RD29a)上有明显富集。水稻在淹水胁 迫下,胁迫响应基因ADH以及PDC1编码区的3小RNA H3K4me2和H3K4me3水平显著上升,而且胁迫后期 ADH1和PDC1染色质区域的H3乙酰化水平也明显升31植物中的小RNA 高( Tsuji et al,2006)。Roy等(2014)在研究水稻在植物中,小RNA(sRNA)是不具有编码功能的、对 OSDREB1bc基因时,发现该基因能被低温特异性诱基因表达有调控作用的一类RNA分子,其主要通过 导表达,其过表达植株对高盐和低温胁迫表现出超高调节mRNA的稳定性、沉默基因转录或参与DNA甲基 的耐受性。进一步研究发现,在此类非生物胁迫下,化等过程参与植物的生长发育( Ramachandran and 该基因启动子区域的H3K9ac水平大幅度升高;同时,Chen,2008)。因此,小RNA也是一种重要的表观遗 H3K14ac和H3K27ac水平也呈现出位点特异性增加传调控因子。随着研究的不断深入,对植物中sRN J趋势。除了组蛋白甲基化和乙酰化修饰外,有研究的认识也有了突破性进展。以水稻为例,研究发现, 表明组蛋白SUMO化修饰也参与了植物应答非生物在水稻中存在上百种sRNA,并且在不同的生长条件 胁迫过程。在高温和氧化应激条件下,SUMO化修饰下,不同水稻品种的不同组织中sRNA的表达水平明 可调控组蛋白乙酰化和DNA甲基化,从而影响全基显不同( Chen and Wu,2010; He et al.,2010; Zhang 因组的转录 Miller et al,2010)。由此可见,大量研究etal,2014)。目前,在植物中研究较多的是 SIRNA 结果表明,组蛋白修饰在植物响应非生物胁迫过程中( small interfering RNA)和mRNA( microRNa)。si- 具有十分重要的作用。但是,关于不同组蛋白修饰类RNA是在 DCL(Dicer-like protein)酶作用下由长双链 型之间以及组蛋白修饰与其它表观遗传调控途径的RNA前体加工而来,目前发现参与基因转录和转录 协同作用还需进一步研究,介导协同调控植物应答非后调控的内源性 SiRNA有 nat-SIRNA、ta-siR№A和 ⊙植物学报 Chinese Bulletin of Botany

杜康兮等: 表观遗传调控植物响应非生物胁迫的研究进展 585 表2 植物中参与非生物胁迫应答的组蛋白修饰相关基因 Table 2 Histone modification related genes involved in abiotic stresses in plants 基因 物种 胁迫类型 参考文献 HDACs 拟南芥(Arabidopsis thaliana ) 盐胁迫 Luo et al., 2012 SKB1 拟南芥(A. thaliana ) 盐胁迫 Zhang et al., 2011b MSI1, HDA19 拟南芥(A. thaliana ) 盐胁迫 Mehdi et al., 2016 HDA9 拟南芥(A. thaliana ) 盐胁迫, 干旱胁迫 Zheng et al., 2016 HDA705 水稻(Oryza sativa) 盐胁迫 Zhao et al., 2016 GCN5 拟南芥(A. thaliana ) 热胁迫 Hu et al., 2015 HDT701 水稻(O. sativa) 盐胁迫 Zhao et al., 2014 AtABO1 拟南芥(A. thaliana ) 干旱胁迫 Chen et al., 2006 ADH1, PDC1 水稻(O. sativa) 淹水胁迫 Tsuji et al., 2006 OsHAG702, OsHAG704 OsHAC701, OsHAC704 水稻(O. sativa) 干旱胁迫 Liu et al., 2012 OsHAG703, OsHAM701 OsHAC703, OsHAF701 水稻(O. sativa) 干旱胁迫 Liu et al., 2012; Fang et al., 2014 AtATX1 拟南芥(A. thaliana ) 干旱胁迫 Ding et al., 2011 OsDREB1bc 水稻(O. sativa) 盐胁迫, 低温胁迫 Roy et al., 2014 HvTX1, HvPKDM7 大麦(Hordeum vulgare) 干旱胁迫 Papaefthimiou and Tsaftaris, 2012 MYST, ELP3, GCN5 大麦(H. vulgare) 干旱胁迫 Papaefthimiou et al., 2010 AtHD2C 拟南芥(A. thaliana ) 干旱胁迫 Sridha and Wu, 2006 AtMSI1, AtCHR12 拟南芥(A. thaliana ) 干旱胁迫, 高温胁迫 Alexandre et al., 2009 AtBRM 拟南芥(A. thaliana ) 干旱胁迫 Berr et al., 2012 白的H3K4me3和H3K9ac修饰在干旱诱导的一些基 因(如RD20和RD29a)上有明显富集。水稻在淹水胁 迫 下 , 胁迫响应基因 ADH1 以 及 PDC1 编码区的 H3K4me2和H3K4me3水平显著上升, 而且胁迫后期 ADH1和PDC1染色质区域的H3乙酰化水平也明显升 高(Tsuji et al., 2006)。Roy等(2014)在研究水稻 OsDREB1bc基因时, 发现该基因能被低温特异性诱 导表达, 其过表达植株对高盐和低温胁迫表现出超高 的耐受性。进一步研究发现, 在此类非生物胁迫下, 该基因启动子区域的H3K9ac水平大幅度升高; 同时, H3K14ac和H3K27ac水平也呈现出位点特异性增加 的趋势。除了组蛋白甲基化和乙酰化修饰外, 有研究 表明组蛋白SUMO化修饰也参与了植物应答非生物 胁迫过程。在高温和氧化应激条件下, SUMO化修饰 可调控组蛋白乙酰化和DNA甲基化, 从而影响全基 因组的转录(Miller et al., 2010)。由此可见, 大量研究 结果表明, 组蛋白修饰在植物响应非生物胁迫过程中 具有十分重要的作用。但是, 关于不同组蛋白修饰类 型之间以及组蛋白修饰与其它表观遗传调控途径的 协同作用还需进一步研究, 介导协同调控植物应答非 生物胁迫过程中的关键分子还有待挖掘。 3 小RNA 3.1 植物中的小RNA 在植物中, 小RNA (sRNA)是不具有编码功能的、对 基因表达有调控作用的一类RNA分子, 其主要通过 调节mRNA的稳定性、沉默基因转录或参与DNA甲基 化等过程参与植物的生长发育(Ramachandran and Chen, 2008)。因此, 小RNA也是一种重要的表观遗 传调控因子。随着研究的不断深入, 对植物中sRNA 的认识也有了突破性进展。以水稻为例, 研究发现, 在水稻中存在上百种sRNA, 并且在不同的生长条件 下, 不同水稻品种的不同组织中sRNA的表达水平明 显不同(Chen and Wu, 2010; He et al., 2010; Zhang et al., 2014)。目前, 在植物中研究较多的是siRNA (small interfering RNA)和miRNA (microRNA)。si￾RNA是在DCL (Dicer-like protein)酶作用下由长双链 RNA前体加工而来, 目前发现参与基因转录和转录 后调控的内源性siRNA有nat-siRNA、ta-siRNA和 © 植物学报 Chinese Bulletin of Botany