功能学科实验教程 体药物。注意勿出现误咽及出血。若给片剂、丸剂、胶囊等药物,将狗固定,撬开上 下颚的齿列,用镊子(尖端弯者易于使用)把药物夹住,放到舌根部。迅速合起上下 颚,使狗咽下。如狗以舌舔口唇则表示已咽下。投药前需用水湿润口腔内部,便于药 品咽下。 现将各种动物一次灌胃能耐受的最大容积列表如下,以供参考(表3-7-1)。 表3-7-1各种动物一次灌胃能耐受最大容 动物种类体重(g)最大容积(m1)‖动物种类 体重(g) 最大容积(m1) >300 肠鼠 小鼠 25~30 0.8 250~300 4~5 20~24 0.5 >3500 >300 8.0 家兔 2500~3500 250~300 6.0 2000~2400 100 大鼠200-249 4~5 3000 100~150 猫 100~199 2500~3000 狗 10000~15000 200~500 2.注射给药法 (1)皮下注射:皮下注射较为简单,一般都取背部及后腿皮下。小鼠通常在背 部皮下注射,将皮肤拉起,注射针刺入皮下,把针尖轻轻向左右摆动,容易摆动则表 明已刺入皮下,然后注射药物。拔针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏。熟 练者可把小鼠放在金属网上,一只手拉住鼠尾,小鼠以其习惯向前方爬动,在此状态 下,易将注射针刺入背部皮下,注射药物。此法可用于大批注射时。注射药量为 0.1-~0.3ml/l0g体重。 家兔皮下注射时,剪去局部毛发,用左手拇指及中指将注射部位皮肤提起使成 皱褶,并用食指按压皱褶的一端,在食指尖下会形成一三角体皱褶,增大皮下空隙 以利针刺。右手持注射器,自皱褶下刺入。证实在皮下后,松开皱褶,将药液注入。 豚鼠、大鼠、狗、猫等背部皮肤较厚,注射器针头不易进入,硬进容易折断针头 故给这些动物作皮下注射时不应选用背部皮肤。一般狗、猫多在大腿外例;豚鼠在后 大腿内侧;大鼠可在左侧下腹部。 (2)皮内注射:此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。将动物 注射部位的毛剪去,酒精消毒。用卡介苗注射器带4号细针头沿皮肤表浅层插入,随 之慢慢注入一定量的药液。当溶液注入皮内时,可见到皮肤表面马上会鼓起桔皮样小
功 能 学 科 实 验 教 程 ——————————————————— ——————————————————— 32 体药物。注意勿出现误咽及出血。若给片剂、丸剂、胶囊等药物，将狗固定，撬开上 下颚的齿列，用镊子（尖端弯者易于使用）把药物夹住，放到舌根部。迅速合起上下 颚，使狗咽下。如狗以舌舔口唇则表示已咽下。投药前需用水湿润口腔内部，便于药 品咽下。 现将各种动物一次灌胃能耐受的最大容积列表如下，以供参考（表 3-7-1）。 表 3-7-1 各种动物一次灌胃能耐受最大容 动物种类 体重（g） 最大容积（m1） 动物种类 体重（g） 最大容积（m1） ＞30 1.0 ＞300 6.0 25~30 0.8 肠鼠 小鼠 250~300 4~5 20~24 0.5 ＞3500 200 ＞300 8.0 2500~3500 150 250~300 6.0 家兔 2000~2400 100 200~249 4~5 ＞3000 100~150 100~199 3.0 猫 2500~3000 50~80 大鼠 狗 10000~15000 200~500 2．注射给药法 （1）皮下注射：皮下注射较为简单，一般都取背部及后腿皮下。小鼠通常在背 部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表 明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。熟 练者可把小鼠放在金属网上，一只手拉住鼠尾，小鼠以其习惯向前方爬动，在此状态 下，易将注射针刺入背部皮下，注射药物。此法可用于大批注射时。注射药量为 0.1~0.3ml／10g 体重。 家兔皮下注射时，剪去局部毛发，用左手拇指及中指将注射部位皮肤提起使成一 皱褶，并用食指按压皱褶的一端，在食指尖下会形成一三角体皱褶，增大皮下空隙， 以利针刺。右手持注射器，自皱褶下刺入。证实在皮下后，松开皱褶，将药液注入。 豚鼠、大鼠、狗、猫等背部皮肤较厚，注射器针头不易进入，硬进容易折断针头， 故给这些动物作皮下注射时不应选用背部皮肤。一般狗、猫多在大腿外例；豚鼠在后 大腿内侧；大鼠可在左侧下腹部。 （2）皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。将动物 注射部位的毛剪去，酒精消毒。用卡介苗注射器带 4 号细针头沿皮肤表浅层插入，随 之慢慢注入一定量的药液。当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起桔皮样小
功能学科实验教程 泡,同时因注射部位局部缺血,皮肤上的毛孔极为明显。此小泡如不很快消失,则证 明药液确实注射在皮内:如很快消失,就可能注在皮下,应重换部位注射。 (3)肌肉注射:此法比皮下和腹腔注射用得少,但当给动物注射不溶于水而混 悬于油或其它溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。选择动物肌肉发达部位注射,如猴、 狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。注射时固定动物勿使其活动,将臀部注射部 位被毛剪去,右手持注射器,使注射器与肌肉成60°角,一次刺入肌肉中,为防止 药物进入血管,注药液之前要回抽针栓,如无回血则可注药,注射完毕后用手轻轻按 摩注射部位,帮助药液吸收。大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较少,不常作肌肉注射,如 需肌注,可注射入大腿外侧肌肉。用5-6号针头注射,小鼠每腿不超过0.1m1。 (4)腹腔注射:小白鼠腹腔注射时,左手固定好动物,将腹部朝上,右手将注 射器的针头在下腹部腹白线稍向左的位置,从下腹部朝头方向刺入皮肤,针头到达皮 下后,再向前进针3~5mm,接着使注射针与皮肤呈45°角刺入腹肌,针尖通过腹肌 后抵抗消失。在此处保持针尖不动的状态下,回抽针栓,如无回血或尿液,再以一定 的速度轻轻注入药液。为避免刺破内脏,可将动物头部放低,使脏器移向横隔处。小 鼠的一次注射量为01~0.2ml/10g(体重)。 大鼠腹腔注射与小鼠相同。注射量为1~2ml/100g(体重) 狗、猫、兔等动物腹腔内注射,可由助手抓住动物,使其腹部向上,注射部位都 大致相似。兔在下腹部近腹白线左右两侧约lcm处,狗在脐后腹白线侧边1~2cm处 注射。 (5)静脉注射:根据不同动物的种类选择注射血管的部位。一船选择容易插入 注射针的血管。因为是通过血管内给药,所以只限于液体药物,如果是混悬液,可能 会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。 大、小鼠一般多用尾静脉,注射前先将动物装入固定盒内固定好,使其尾巴露出, 尾部用45~50℃温水浸泡1~2分钟或用75%酒精棉球擦拭,使血管扩张并使表皮角质 软化,以拇指和食指捏住尾根部的左右侧,使血管更加扩张,尾部静脉显得更淸楚, 以无名指和小指夹住尾端部,以中指从下面托起尾巴,以使尾巴固定。用4号针头从 左或右静脉注入。针头在尾静脉内平行推进少许,左手的三指捏住尾巴,并连针头和 鼠尾一起捏住,以防动物活动时针头脱出。如针确已在血管内,则药液进入无阻,否 则隆起发白出现皮丘,可拔出针再移向前插入。注射完毕后,随即用左手拇指按住注 射部位,右手放下注射器,取一棉球裹住注射部位并轻轻揉压,使血液和药液不致流 出。需反复静脉注射时,尽可能从尾端开始,按次序向尾根部移动注射。一次注射量 为0.05~0.1m1/10g(体重) 尾静脉注射的要点是:注射前尾静脉尽量充血;要用较细的针头;针头刺入后
功 能 学 科 实 验 教 程 ——————————————————— ——————————————————— 33 泡，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。此小泡如不很快消失，则证 明药液确实注射在皮内；如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。 （3）肌肉注射：此法比皮下和腹腔注射用得少，但当给动物注射不溶于水而混 悬于油或其它溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。选择动物肌肉发达部位注射，如猴、 狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。注射时固定动物勿使其活动，将臀部注射部 位被毛剪去，右手持注射器，使注射器与肌肉成 60°角，一次刺入肌肉中，为防止 药物进入血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药，注射完毕后用手轻轻按 摩注射部位，帮助药液吸收。大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较少，不常作肌肉注射，如 需肌注，可注射入大腿外侧肌肉。用 5~6 号针头注射，小鼠每腿不超过 0.1m1。 （4）腹腔注射：小白鼠腹腔注射时，左手固定好动物，将腹部朝上，右手将注 射器的针头在下腹部腹白线稍向左的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮 下后，再向前进针 3~5mm，接着使注射针与皮肤呈 45°角刺入腹肌，针尖通过腹肌 后抵抗消失。在此处保持针尖不动的状态下，回抽针栓，如无回血或尿液，再以一定 的速度轻轻注入药液。为避免刺破内脏，可将动物头部放低，使脏器移向横隔处。小 鼠的一次注射量为 0.1~0.2m1／10g（体重）。 大鼠腹腔注射与小鼠相同。注射量为 1～2ml／100g（体重）。 狗、猫、兔等动物腹腔内注射，可由助手抓住动物，使其腹部向上，注射部位都 大致相似。兔在下腹部近腹白线左右两侧约 1cm 处，狗在脐后腹白线侧边 1~2cm 处 注射。 （5）静脉注射：根据不同动物的种类选择注射血管的部位。一船选择容易插入 注射针的血管。因为是通过血管内给药，所以只限于液体药物，如果是混悬液，可能 会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。 大、小鼠一般多用尾静脉，注射前先将动物装入固定盒内固定好，使其尾巴露出， 尾部用 45~50℃温水浸泡 1~2 分钟或用 75％酒精棉球擦拭，使血管扩张并使表皮角质 软化，以拇指和食指捏住尾根部的左右侧，使血管更加扩张，尾部静脉显得更清楚， 以无名指和小指夹住尾端部，以中指从下面托起尾巴，以使尾巴固定。用 4 号针头从 左或右静脉注入。针头在尾静脉内平行推进少许，左手的三指捏住尾巴，并连针头和 鼠尾一起捏住，以防动物活动时针头脱出。如针确已在血管内，则药液进入无阻，否 则隆起发白出现皮丘，可拔出针再移向前插入。注射完毕后，随即用左手拇指按住注 射部位，右手放下注射器，取一棉球裹住注射部位并轻轻揉压，使血液和药液不致流 出。需反复静脉注射时，尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动注射。一次注射量 为 0.05~0.1m1／10g（体重）。 尾静脉注射的要点是：注射前尾静脉尽量充血；要用较细的针头；针头刺入后
功能学科实验教程 定要使其与血管走向平行;当针头进入顺利无阻时,必须把针头和鼠尾一起固定好 不要晃动,以免出血造成血肿或溶液溢出;注射部位尽量选用尾静脉下1/3处,因 此处皮薄,较易进入血管。 大鼠尚可切开皮肤注射于股静脉或颈外静脉,但需麻醉进行 兔静脉注射一般采用耳缘静脉注射(图3-7-3)。将兔放入固定盒内固定好,先拔 去注射部位的兔毛,用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉,并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳 促进静脉充血。然后用左手食指和中指压住耳根部静脉,拇指和小指夹住耳边缘部分, 以左手无名指放在耳下作垫,待静脉显著充盈后,右手持注射器尽量从静脉末端刺入 血管,并沿血管平行方向深入lcm,放松对耳根处血管的压迫。推动针栓,感觉有阻 力或发现静脉处皮肤发白隆起,表示针在皮下,这时应将针头稍稍退回,再往前端刺 入。如无阻力和发白隆起现象,表明针在血管中,用左手拇指和食指捏住针眼处皮肤 和针予以固定(如需保留针在血管中,可用大号动脉夹夹住针眼以上的针杆和耳缘加 以固定),以防针滑脱,随后即可注药。注射完毕后,用棉球压住针眼,拔去针头, 继续压迫数分钟,以防出血。 狗静脉注射常选用前肢 皮下头静脉或后肢小隐静脉 ?给药。注射前先将注射部位毛 剪去,碘酒,酒精消毒皮肤, 在静脉向心端处用橡皮带绑 紧(或用手抓住),使血管充 图3-7-3兔耳血管分布(图左) 兔耳缘静脉注射方法(图右) 血。将针头向血管旁的皮下先刺入,然后沿血管平行 刺入静脉,回抽针栓,如有回血,放松对静脉近心端 的压迫,缓缓注入药液。已麻醉的狗也可选用股静脉 或颈静脉给药 (6)淋巴囊内注射:蛙及蟾蜍皮下有数个淋巴囊, 注入药物甚易吸收,故淋巴囊注射常作为蛙类的给药 途径。主要可注入颌下、胸、腹及大腿等淋巴囊内 由于其皮肤薄,缺乏弹性,如果用注射针刺入,抽针 后,药液易自注射处流出,因此,注射胸淋巴囊时, 应从口角入口腔底部刺入肌层再进入皮下,针尖入胸图3-7-4蟾蜍淋巴囊注射法
功 能 学 科 实 验 教 程 ——————————————————— ——————————————————— 34 一定要使其与血管走向平行；当针头进入顺利无阻时，必须把针头和鼠尾一起固定好， 不要晃动，以免出血造成血肿或溶液溢出；注射部位尽量选用尾静脉下 1／3 处，因 此处皮薄，较易进入血管。 大鼠尚可切开皮肤注射于股静脉或颈外静脉，但需麻醉进行。 兔静脉注射一般采用耳缘静脉注射（图 3-7-3）。将兔放入固定盒内固定好，先拔 去注射部位的兔毛，用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳， 促进静脉充血。然后用左手食指和中指压住耳根部静脉，拇指和小指夹住耳边缘部分， 以左手无名指放在耳下作垫，待静脉显著充盈后，右手持注射器尽量从静脉末端刺入 血管，并沿血管平行方向深入 1cm，放松对耳根处血管的压迫。推动针栓，感觉有阻 力或发现静脉处皮肤发白隆起，表示针在皮下，这时应将针头稍稍退回，再往前端刺 入。如无阻力和发白隆起现象，表明针在血管中，用左手拇指和食指捏住针眼处皮肤 和针予以固定（如需保留针在血管中，可用大号动脉夹夹住针眼以上的针杆和耳缘加 以固定），以防针滑脱，随后即可注药。注射完毕后，用棉球压住针眼，拔去针头， 继续压迫数分钟，以防出血。 狗静脉注射常选用前肢 皮下头静脉或后肢小隐静脉 给药。注射前先将注射部位毛 剪去，碘酒，酒精消毒皮肤， 在静脉向心端处用橡皮带绑 紧（或用手抓住），使血管充 血。将针头向血管旁的皮下先刺入，然后沿血管平行 刺入静脉，回抽针栓，如有回血，放松对静脉近心端 的压迫，缓缓注入药液。已麻醉的狗也可选用股静脉 或颈静脉给药。 （6）淋巴囊内注射：蛙及蟾蜍皮下有数个淋巴囊， 注入药物甚易吸收，故淋巴囊注射常作为蛙类的给药 途径。主要可注入颌下、胸、腹及大腿等淋巴囊内， 由于其皮肤薄，缺乏弹性，如果用注射针刺入，抽针 后，药液易自注射处流出，因此，注射胸淋巴囊时， 应从口角入口腔底部刺入肌层再进入皮下，针尖入胸 图 3-7-3 兔耳血管分布（图左） 兔耳缘静脉注射方法（图右） 图 3-7-4 蟾蜍淋巴囊注射法
功能学科实验教程 淋巴囊后,再行注射(图3-7-4)。注射腹淋巴囊时,针尖从胸淋巴囊刺入,进入腹淋 巴囊再注射。注射大腿淋巴囊时,针尖从后小腿皮肤刺入通过膝关节进入大腿淋巴囊。 注射量025~1ml/只。 3.经皮肤结药法为了鉴定药物经皮肤的吸收作用,局部作用,致敏作用等, 均需采用经皮肤给药方法 (1)大鼠和小鼠可采用浸尾方式经皮给药,主要目的是定性地判断药物的经皮 肤吸收作用。先将动物放入特制的固定盒内,露出尾巴,继之将尾巴通过小试管软木 塞小孔,插入装有药液或受检液体的试管内,浸泡2~6小时,并观察其中毒症状。如 果是毒物,实验时要特别注意,避免因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒;为此, 要将试管的软木塞塞紧,必要时可将受检液表面加上一层液体石蜡。为了完全排除吸 入的可能性,可在通风橱的壁上钻一个相当于尾根部大小的小孔,将受检液置于通风 橱内,动物尾巴通过小孔进行浸尾实验,而身体部分仍留在通凤橱以外 (2)家兔及豚鼠经皮肤给药的部位常选用脊柱两侧的背部皮肤。选定部位后, 按上述脱毛方法脱去被毛,洗净脱毛剂,然后归笼待24小时(或过夜)后使用。脱 毛过程中应特别注意不要损伤皮肤。次日,仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度 腐蚀的创口,以及有无炎症,过敏等现象,如有,应暂缓使用,待动物完全恢复。如 皮肤准备合乎要求,便可将动物固定好,在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩,罩 底用凡士林、胶布固定封严,用移液管沿罩柄加入一定剂量的药物,塞紧罩柄上口 待受检液与皮肤充分接触并完全吸收后(一般需2~6小时)解开,然后将皮肤表面仔 细洗净。药物与皮肤接触的时间根据药物性质和实验要求而定。观察时间视实验需要 而定。如果是一般的药物,如软膏和各种化妆品,可直接涂抹在皮肤上。 第八节实验动物的处死方法 、颈椎脱臼法 是大鼠和小鼠最常用的处死方法。用拇指和食指用力往下按住鼠头,另一只手抓 住鼠尾,用力稍向后上方一拉,使之颈椎脱臼,造成脊髓与脑髓断离,动物立即死亡。 空气栓塞法 主要用于大动物的处死,用注射器将空气急速注入静脉,可使动物致死。当空气 注入静脉后,可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液呈泡沬状,随血液τ 环到全身。如进入肺动脉,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉,造成冠状动脉阻塞
功 能 学 科 实 验 教 程 ——————————————————— ——————————————————— 35 淋巴囊后，再行注射（图 3-7-4）。注射腹淋巴囊时，针尖从胸淋巴囊刺入，进入腹淋 巴囊再注射。注射大腿淋巴囊时，针尖从后小腿皮肤刺入通过膝关节进入大腿淋巴囊。 注射量 0.25~1ml／只。 3．经皮肤结药法 为了鉴定药物经皮肤的吸收作用，局部作用，致敏作用等， 均需采用经皮肤给药方法。 （1）大鼠和小鼠可采用浸尾方式经皮给药，主要目的是定性地判断药物的经皮 肤吸收作用。先将动物放入特制的固定盒内，露出尾巴，继之将尾巴通过小试管软木 塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管内，浸泡 2~6 小时，并观察其中毒症状。如 果是毒物，实验时要特别注意，避免因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒；为此， 要将试管的软木塞塞紧，必要时可将受检液表面加上一层液体石蜡。为了完全排除吸 入的可能性，可在通风橱的壁上钻一个相当于尾根部大小的小孔，将受检液置于通风 橱内，动物尾巴通过小孔进行浸尾实验，而身体部分仍留在通风橱以外。 （2）家兔及豚鼠经皮肤给药的部位常选用脊柱两侧的背部皮肤。选定部位后， 按上述脱毛方法脱去被毛，洗净脱毛剂，然后归笼待 24 小时（或过夜）后使用。脱 毛过程中应特别注意不要损伤皮肤。次日，仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度 腐蚀的创口，以及有无炎症，过敏等现象，如有，应暂缓使用，待动物完全恢复。如 皮肤准备合乎要求，便可将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩 底用凡士林、胶布固定封严，用移液管沿罩柄加入一定剂量的药物，塞紧罩柄上口， 待受检液与皮肤充分接触并完全吸收后（一般需 2~6 小时）解开，然后将皮肤表面仔 细洗净。药物与皮肤接触的时间根据药物性质和实验要求而定。观察时间视实验需要 而定。如果是一般的药物，如软膏和各种化妆品，可直接涂抹在皮肤上。 第八节 实验动物的处死方法 一、颈椎脱臼法 是大鼠和小鼠最常用的处死方法。用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓 住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱臼，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。 二、空气栓塞法 主要用于大动物的处死，用注射器将空气急速注入静脉，可使动物致死。当空气 注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液呈泡沫状，随血液循 环到全身。如进入肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞
功能学科实验教程 发生严重的血液循环障碍,动物很快致死。一般兔与猫可注入10-20m空气。狗可注 入70~150m空气。 三、急性大失血法 用粗针头一次采取大量心脏血液,可使动物致死。豚鼠与猴等皆可采用此法。鼠 可采用眼眶动、静脉大量放血致死。具体方法参看本章第五节,大鼠和小鼠眼眶动、 静脉的取血方法。狗和猴等在麻醉状态下,暴露出动物的颈动脉,在两端用止血钳夹 住,插入套管,然后放松近心端的钳子,轻轻压迫胸部,尽可能大量放血致死。狗也 可采用股动脉放血法处死。硫喷妥钠20-30mg/kg静脉注射,狗则很快入睡,然后 暴露股三角区,用利刀在股三角区作一个约10cm的横切口,将股动、静脉全部切断, 立即喷出血液,用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块,同时不断用自来 水冲洗流血,使股动脉切口保持通畅,动物3~5分钟内即可死亡。 四、吸入麻醉致死法 应用乙醚吸入麻醉的方法处死。大鼠和小鼠在20-30秒陷入麻醉状态,3~5分钟 死亡。应用此法处死豚鼠时,其肺部和脑会发生小出血点,在病理解剖时应予注意 五、注射麻醉法 应用戊巴比妥钠注射麻醉致死。豚鼠可用其麻醉剂量3倍以上剂量腹腔注射。猫 可采用本药麻醉量的2~3倍药量静脉注射或腹腔内注射。兔可用该药80~100mg/ kg的剂量急速注入耳缘静脉内。狗可用该药100mg/kg静脉注射。 六、其它方法 大鼠和小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。具体操作是右手抓 住鼠尾提起动物,用力摔击鼠头部,动物痉挛致死,或用小木锤用力击打头部致死 用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉,由于剪断了脑脊髓,同时大量失血,动物很快死亡。目 前国外多采用断头器断头,将动物的颈部放在断头器的铡刀处,慢慢放下刀柄接触到 动物后,用力按下刀柄,将头和身体完全分离,这时有血液喷出,要多加注意。吸入 二氧化碳,此法安全、人道、迅速,被认为是处理啮齿类的理想方法,国外现多采用 此法。可将多只动物同时置入一个大箱或塑料袋内,然后充入CO2,动物在充满CO2
功 能 学 科 实 验 教 程 ——————————————————— ——————————————————— 36 发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔与猫可注入 10~20ml 空气。狗可注 入 70~150ml 空气。 三、急性大失血法 用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。豚鼠与猴等皆可采用此法。鼠 可采用眼眶动、静脉大量放血致死。具体方法参看本章第五节，大鼠和小鼠眼眶动、 静脉的取血方法。狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹 住，插入套管，然后放松近心端的钳子，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。狗也 可采用股动脉放血法处死。硫喷妥钠 20~30mg／kg 静脉注射，狗则很快入睡，然后 暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约 10cm 的横切口，将股动、静脉全部切断， 立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来 水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物 3~5 分钟内即可死亡。 四、吸入麻醉致死法 应用乙醚吸入麻醉的方法处死。大鼠和小鼠在 20~30 秒陷入麻醉状态，3~5 分钟 死亡。应用此法处死豚鼠时，其肺部和脑会发生小出血点，在病理解剖时应予注意。 五、注射麻醉法 应用戊巴比妥钠注射麻醉致死。豚鼠可用其麻醉剂量 3 倍以上剂量腹腔注射。猫 可采用本药麻醉量的 2～3 倍药量静脉注射或腹腔内注射。兔可用该药 80～100mg／ kg 的剂量急速注入耳缘静脉内。狗可用该药 100mg／kg 静脉注射。 六、其它方法 大鼠和小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。具体操作是右手抓 住鼠尾提起动物，用力摔击鼠头部，动物痉挛致死，或用小木锤用力击打头部致死。 用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，由于剪断了脑脊髓，同时大量失血，动物很快死亡。目 前国外多采用断头器断头，将动物的颈部放在断头器的铡刀处，慢慢放下刀柄接触到 动物后，用力按下刀柄，将头和身体完全分离，这时有血液喷出，要多加注意。吸入 二氧化碳，此法安全、人道、迅速，被认为是处理啮齿类的理想方法，国外现多采用 此法。可将多只动物同时置入一个大箱或塑料袋内，然后充入 CO2，动物在充满 CO2