表皮真皮智图甲O?皮下组织图1-10小鼠皮下注射法（2）皮内注射（i.d.）是指将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。注射时先除去注射部位的毛并消毒，用左手食指和拇指固定并绷紧该处皮肤，右手持针与皮肤呈30度沿皮肤表层刺入。如注药时有较大阻力，注药部位皮肤鼓起白色小丘表示为皮内注射。（3）肌肉注射（i.m.）将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外侧，如家兔和犬的臀部、股部，大鼠、小鼠或豚鼠的大腿外侧缘。固定动物后持针头与皮肤呈60度快速刺入，回抽无血即可注射。注药结束后用手轻揉注射部位以促进药物吸收。小鼠因肌肉较少，很少采用肌肉注射，若有需要可注射于股部肌肉，多选后腿上部外侧，一处注射量不超过0.1mL。（4）腹腔注射（ip.）以左手固定小鼠，方法同灌胃，右手持注射器，取30度角将针头从下腹部左或右（注意避开膀胱）朝头部方向刺入腹腔，有突破感或落空感、回抽无血即可注射。进针部位不宜过高，刺入不宜太深，以免伤及内脏。小鼠腹腔注射量一般为0.1～0.3mL/10g。（如图1-11）。图1-11小鼠腹腔注射法17
17 图 1-10 小鼠皮下注射法 （2）皮内注射（i.d.） 是指将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。注射时先除去注射部位的毛并消毒，用左手食 指和拇指固定并绷紧该处皮肤，右手持针与皮肤呈 30 度沿皮肤表层剌入。如注药时有较大 阻力，注药部位皮肤鼓起白色小丘表示为皮内注射。 （3）肌肉注射（i.m.） 将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。一般选择肌肉丰富而无大 血管通过的臀部或大腿外侧，如家兔和犬的臀部、股部，大鼠、小鼠或豚鼠的大腿外侧缘。 固定动物后持针头与皮肤呈 60 度快速剌入，回抽无血即可注射。注药结束后用手轻揉注射 部位以促进药物吸收。小鼠因肌肉较少，很少采用肌肉注射，若有需要可注射于股部肌肉， 多选后腿上部外侧，一处注射量不超过 0.1mL 。 （4）腹腔注射（i.p.） 以左手固定小鼠，方法同灌胃，右手持注射器，取 30 度角将针头从下腹部左或右（注 意避开膀胱）朝头部方向剌入腹腔，有突破感或落空感、回抽无血即可注射。进针部位不宜 过高，刺入不宜太深，以免伤及内脏。小鼠腹腔注射量一般为 0.1～0.3mL/l0g。（如图 1-11）。 图 1-11 小鼠腹腔注射法 × √
（5）静脉注射①兔一般采用耳静脉注射。免耳部血管分布清晰。免耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。将免放在保定架内保定，拨去耳背面的毛，用手指轻弹皮肤，酒精消毒并揉搓血管，使免的耳缘静脉充盈。用左手食指和中指夹住免的耳缘静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳廓下作垫。右手拿注射器，注射器针尖和的刻度朝上，将针头从远心端呈20度插入血管（可以无回血），放松对静脉近心端的压迫，然后改用左手拇指和食指、中指将注射器针头固定在免耳上，右手持针慢慢注药。若阻力小且血管内为药液充盈，说明注药正确。注药前应先排净注射器内的空气，注药速度尽量慢而均匀，从远心端开始进针，拔针后用棉球止血。（如图1-12）D图1-12家兔耳缘静脉注射法②小白鼠和大白鼠一般采用尾静脉注射。鼠尾的一条静脉中，左右两根易于固定，常用于注射。先将鼠固定于鼠笼或倒扣在烧杯中，将鼠尾拉出后用40～50℃的温水浸润0.5min或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的未梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下1/4处（约距尾尖2-3cm）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射（如图1-13）。Bcn图1-13小鼠尾静脉注射法18
18 （5）静脉注射 ① 兔 一般采用耳静脉注射。兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静 脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。将兔放在保定架内保定，拨去耳背面 的毛，用手指轻弹皮肤，酒精消毒并揉搓血管，使兔的耳缘静脉充盈。用左手食指和中指夹 住兔的耳缘静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳廓下作垫。右手拿注射 器，注射器针尖和的刻度朝上，将针头从远心端呈 20 度插入血管（可以无回血），放松对静 脉近心端的压迫，然后改用左手拇指和食指、中指将注射器针头固定在兔耳上，右手持针慢 慢注药。若阻力小且血管内为药液充盈，说明注药正确。注药前应先排净注射器内的空气， 注药速度尽量慢而均匀，从远心端开始进针，拔针后用棉球止血。（如图 1-12） 图 1-12 家兔耳缘静脉注射法 ② 小白鼠和大白鼠 一般采用尾静脉注射。鼠尾的三条静脉中，左右两根易于固定，常用于注射。先将鼠固 定于鼠笼或倒扣在烧杯中，将鼠尾拉出后用 40～50℃的温水浸润 0.5min 或用酒精擦拭使血 管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下 面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于 30℃），从尾下 1/4 处（约距尾尖 2-3cm）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液， 如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如 需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射（如图 1-13）。 图 1-13 小鼠尾静脉注射法
③狗狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图1-14）或后肢小隐静脉（图1-15）注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药。图1-14狗前肢头静脉注射图1-15狗后肢小隐静脉注射（6）蛙和蟾蜍淋巴囊注射法蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊（图1-16），注入药物后易于吸收，通常将药物注射于胸、腹或股淋巴囊。蛙及蟾蜍的皮肤很薄，缺乏弹性，注射后药物易自针眼漏出，故作胸部淋巴囊注射时应将针头插入口腔，又口腔底部穿过下颌肌层而达到胸部皮下：作腹淋巴囊（或头背部淋巴囊）给药。注射时一手仰卧固定蛙，另一手持注射器自蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层进入腹淋巴囊后注药；作股淋巴囊注射时，应由小腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿部皮下。这样才可避免药液外漏。注入药液量一般为0.25～0.50mL。试以生理盐水作胸、腹或股淋巴囊注射练习。喝港巴道时港巴餐然巴尝购淋巴花齐淋巴袭22C雅淋巴花收讲世必口楼出选大醒添巴大腿淋巴花脚淋巴巴瓷o000图1-16蛙全身淋巴囊分布19
19 ③ 狗 狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图 1-14）或后肢小隐静脉（图 1-15）注射。注 射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使 血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓 缓注入药。 图 1-14 狗前肢头静脉注射 图 1-15 狗后肢小隐静脉注射 （6）蛙和蟾蜍淋巴囊注射法 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊（图 1-16），注入药物后易于吸收，通常将药物注射于胸、 腹或股淋巴囊。蛙及蟾蜍的皮肤很薄，缺乏弹性，注射后药物易自针眼漏出，故作胸部淋巴 囊注射时应将针头插入口腔，又口腔底部穿过下颌肌层而达到胸部皮下；作腹淋巴囊（或头 背部淋巴囊）给药。注射时一手仰卧固定蛙，另一手持注射器自蛙大腿上端剌入，经大腿肌 层入腹壁肌层进入腹淋巴囊后注药；作股淋巴囊注射时，应由小腿皮肤刺入，通过膝关节而 达大腿部皮下。这样才可避免药液外漏。注入药液量一般为 0.25～0.50mL。试以生理盐水 作胸、腹或股淋巴囊注射练习。 图 1-16 蛙全身淋巴囊分布
（四）麻醉在进行动物实验时为了减少痛苦、避免动物挣扎，使实验操作能顺利进行，需对动物进行麻醉。应根据实验动物与实验要求的不同来选择麻醉。1.麻醉方式（1）局部麻醉常用2%普鲁卡因做皮下浸润麻醉，适用于免等中型以上的动物做表层手术。（2）全身麻醉①吸入麻醉常用3%乙醚水溶液对大鼠、小鼠和豚鼠进行麻醉。先将动物放在玻璃罩内，内置乙醚棉球，动物吸入后很快拿下即已麻醉。但应注意乙醚麻醉初期常有兴奋现象，刺激性强，易造成分泌物过多堵塞呼吸道的缺点。②注射麻醉可根据具体情况选择静脉、肌肉或腹腔麻醉。详见表1-1。表1-1常用麻醉药的用法和剂量动物麻醉药名给药途径常用浓度（%）剂量（mL/kg）持续时间（h）兔静脉204-52-4氨基甲酸乙酯 (乌拉坦）腹腔204-5大鼠、豚鼠2-431巴比妥钠犬、免静脉4-6大鼠、小鼠腹腔13-42-43犬、兔静脉2-4 戊巴比妥钠13大鼠、小鼠腹腔1-22-4犬、兔10.3-0.50.5氯胺酮静脉或肌注腹腔18大鼠、豚鼠0.52.麻醉效果与注意事项（1）麻醉效果动物呼吸平稳深慢、角膜反射迟钝或消失、肢体肌肉松弛，皮肤夹捏反射消失，说明麻醉适当。即在呼吸、心跳存在时痛觉消失。（2）注意事项①麻醉前应准确称体重：②不同动物对麻醉药的耐受性存在个体差异，应缓慢注药并密切观察动物的反应情况；20
20 （四）麻醉 在进行动物实验时为了减少痛苦、避免动物挣扎，使实验操作能顺利进行，需对动物进 行麻醉。应根据实验动物与实验要求的不同来选择麻醉。 1. 麻醉方式 （1）局部麻醉 常用 2%普鲁卡因做皮下浸润麻醉，适用于兔等中型以上的动物做表层手术。 （2）全身麻醉 ① 吸入麻醉 常用 3%乙醚水溶液对大鼠、小鼠和豚鼠进行麻醉。先将动物放在玻璃罩内，内置乙醚 棉球，动物吸入后很快拿下即已麻醉。但应注意乙醚麻醉初期常有兴奋现象，刺激性强，易 造成分泌物过多堵塞呼吸道的缺点。 ② 注射麻醉可根据具体情况选择静脉、肌肉或腹腔麻醉。详见表 1-1。 表 1-1 常用麻醉药的用法和剂量 麻醉药名 动物 给药途径 常用浓度（%） 剂量（mL/kg） 持续时间（h） 氨 基 甲 酸 乙 酯（乌拉坦） 兔 大鼠、豚鼠 静脉 腹腔 20 20 4-5 4-5 2-4 2-4 巴比妥钠 犬、兔 大鼠、小鼠 静脉 腹腔 3 1 1 3-4 4-6 2-4 戊巴比妥钠 犬、兔 大鼠、小鼠 静脉 腹腔 3 3 1 1-2 2-4 2-4 氯胺酮 犬、兔 大鼠、豚鼠 静脉或肌注 腹腔 1 1 0.3-0.5 8 0.5 0.5 2. 麻醉效果与注意事项 （1）麻醉效果 动物呼吸平稳深慢、角膜反射迟钝或消失、肢体肌肉松弛，皮肤夹捏反射消失，说明麻 醉适当。即在呼吸、心跳存在时痛觉消失。 （2）注意事项 ① 麻醉前应准确称体重； ② 不同动物对麻醉药的耐受性存在个体差异，应缓慢注药并密切观察动物的反应情况；
③注意麻醉剂量，如手术中动物出现挣扎、尖叫等兴奋现象，观察一段时间后仍然存在说明麻醉剂量不足、麻醉过浅，可补充麻醉药。但一次补药量一般不超过总量的1/3，并应密切观察动物的反应情况：若动物呼吸、心跳骤停或全身皮肤青紫，呼吸浅慢，表明麻醉过量，应立即停止注射麻醉药，可给予人工呼吸和苏醒剂。（五）实验动物的采血1.小鼠和大鼠的采血（1）尾尖采血适用于采取少量血样，可以多次采血。如血常规检测。取血前应先使鼠尾血管充血。（2）眼眶静脉丛采血微量采血。用左手拇指及中指抓住鼠头颈部皮肤，食指按压眼睛后使眼球轻度突出，静脉回流受阻，眼底球后静脉丛淤血，左手持特制玻璃吸管或连接注射器的粗钝针头，沿着内毗眼眶后壁刺入。刺穿时吸管应由眼内角向喉头方向前进约4～5cm，轻轻旋转再缩回，血液自然进入管内。在得到所需要的血量后，抽出吸管或注射针头。（3）摘眼球采血血量较多。左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，抢动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；用弯头镊夹取眼球：根据需要抢动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入离心管：同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；当血液流尽时，用脱白法处死小鼠。（4）心脏采血左手抓住鼠背部及颈部皮肤，右手持注射器，在心尖搏动最明显处刺入心脏，抽出血液。也可从上腹部刺入，穿过隔肌刺入心脏取血。（5）断头采血如在实验结束后取血，可剪去头或两侧颈总动脉，收集自颈部流出的血液。2.免和豚鼠的采血（1）免耳缘静脉取血局部去毛，用电灯照射加热或酒精棉球涂擦，使静脉扩张，再以石蜡油涂于耳缘，防止流出的血液凝固，用粗针头将静脉刺破或刀切小口后让血自然滴入已放入抗凝剂的试管中。（2）心脏取血将动物仰卧，在第三肋间胸骨左缘3cm，心尖搏动最明显处将针与胸壁垂直刺入胸腔。当持针手感到心脏搏动时，再稍刺即进入心脏。然后抽出血液。取针时，针头宜直入直出，勿在胸腔内左右摆动，动作应迅速。（六）实验后动物处理实验结束后需将动物及时处死。大鼠和小鼠可用颈椎脱白法、断头法等处死。犬、兔和豚鼠可通过静脉注入空气或急性放血致死等方法。处死后的动物或实验完毕后的标本应有专人处理。21
21 ③ 注意麻醉剂量，如手术中动物出现挣扎、尖叫等兴奋现象，观察一段时间后仍然存在说 明麻醉剂量不足、麻醉过浅，可补充麻醉药。但一次补药量一般不超过总量的 1/3，并应密 切观察动物的反应情况；若动物呼吸、心跳骤停或全身皮肤青紫，呼吸浅慢，表明麻醉过量， 应立即停止注射麻醉药，可给予人工呼吸和苏醒剂。 （五）实验动物的采血 1. 小鼠和大鼠的采血 （1）尾尖采血 适用于采取少量血样，可以多次采血。如血常规检测。取血前应先使鼠尾血管充血。 （2）眼眶静脉丛采血 微量采血。用左手拇指及中指抓住鼠头颈部皮肤，食指按压眼睛后使眼球轻度突出，静 脉回流受阻，眼底球后静脉丛淤血，左手持特制玻璃吸管或连接注射器的粗钝针头，沿着内 眦眼眶后壁刺入。刺穿时吸管应由眼内角向喉头方向前进约 4～5cm，轻轻旋转再缩回，血 液自然进入管内。在得到所需要的血量后，抽出吸管或注射针头。 （3）摘眼球采血 血量较多。左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；中指将小鼠左侧前 肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突 出；用弯头镊夹取眼球；根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直 流入离心管；同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；当血液流尽时，用 脱臼法处死小鼠。 （4）心脏采血 左手抓住鼠背部及颈部皮肤，右手持注射器，在心尖搏动最明显处刺入心脏，抽出血液。 也可从上腹部刺入，穿过膈肌刺入心脏取血。 （5）断头采血 如在实验结束后取血，可剪去头或两侧颈总动脉，收集自颈部流出的血液。 2. 兔和豚鼠的采血 （1）兔耳缘静脉取血 局部去毛，用电灯照射加热或酒精棉球涂擦，使静脉扩张，再以石蜡油涂于耳缘，防止 流出的血液凝固，用粗针头将静脉刺破或刀切小口后让血自然滴入已放入抗凝剂的试管中。 （2）心脏取血 将动物仰卧，在第三肋间胸骨左缘 3cm，心尖搏动最明显处将针与胸壁垂直刺入胸腔。 当持针手感到心脏搏动时，再稍刺即进入心脏。然后抽出血液。取针时，针头宜直入直出， 勿在胸腔内左右摆动，动作应迅速。 （六）实验后动物处理 实验结束后需将动物及时处死。大鼠和小鼠可用颈椎脱臼法、断头法等处死。犬、兔和 豚鼠可通过静脉注入空气或急性放血致死等方法。处死后的动物或实验完毕后的标本应有专 人处理